Механизмы действия ФДТ

Фотодинамическая терапия (ФДТ) - новый, перспективный метод лечения злокачественных новообразований и ряда неопухолевых заболеваний.
Развитие этого метода носит взрывной характер. Ежегодно увеличивается число публикаций по проблеме ФДТ, как клинических, так и экспериментальных. Многочисленные теоретические исследования направлены на изучение механизмов фотодинамического повреждения. Тем не менее, до сих пор остается невыясненной природа накопления («захвата») фотосенсибилизатора в опухоли, степени селективности этого накопления в опухоли по сравнению с нормальной тканью, длительной задержки фотосенсибилизатора в опухоли и т.д. Анализу литературы по всем вопросам, касающимся механизмов фотодинамического повреждения, посвящена настоящая работа.
Фотодинамический эффект открыт зимой 1897-98 гг. студентом фармакологического факультета Мюнхенского университета Оскаром Раабом. Об этом сообщил профессор этого университета H.Tappiner в 1900 г. (58), он же ввел термин "фотодинамическое действие". Впервые фотодинамическую терапию больному распространенным базальноклеточным раком кожи лица провели в 1903 г. профессор H.Tappiner и доктор A.Jesionek в дерматологической клинике г. Мюнхена (59). В 1905 г. авторы сообщили о лечении с положительным эффектом шести больных раком кожи методом ФДТ с местным применением красителей, причем у четырех больных с базальноклеточным раком отмечено полное излечение с длительностью безрецидивного периода до одного года (35).
Далее развитие ФДТ шло по длительному извилистому пути и лишь в конце семидесятых годов после детальной экспериментальной разработки и клинических публикаций Т.Догерти и соавторов (19) развитие экспериментальной и клинической ФДТ приобрело взрывной характер с массой ежегодных публикаций.
Фотодинамическая терапия - трехкомпонентный метод лечения. Два компонента - фотосенсибилизатор и свет являются экзогенными внешними факторами. Третьим обязательным компонентом фотодинамической реакции является эндогенный фактор - кислород.
Нельзя не отметить, что этот метод является одновременно и диагностическим. Используя возможности флюоресцентной диагностики, можно определять скрытые ”немые” очаги при мультицентричности рака, границы распространения опухоли, в том числе подслизистого, что расширяет возможности эндоскопической диагностики.
Благодаря некоторым преимуществам ФДТ в сравнении с традиционными методами лечения за последние 10 лет значительно расширились рамки этого метода в онкологии. Пролечены десятки тысяч больных, которым нельзя было применить хирургическое, лучевое лечение и химиотерапию или эти методы уже себя исчерпали (речь идет о больных с рецидивами злокачественных новообразований). Интенсивно ведутся научные исследования по использованию ФДТ не только в онкологии, но и в других сферах медицины: дерматологии, ангиокардиологии, офтальмологии, гинекологии и так далее.
Различают прямое фотодинамическое повреждение (ФДП) опухолевых клеток и непрямое, опосредованное.
Механизмы прямого ФДП опухолевых клеток изучались в нескольких аспектах различными группами ученых. Внесли свою лепту и наши, отечественные исследователи (1, 2, 3, 51).
Вопросы селективного накопления порфиринов в опухолевой ткани и распределения в тканях животных, определение клеточных и тканевых мишеней ФДП, механизмы внутриклеточного распределения фотосенсибилизаторов, обуславливающие ФДП клеток, были узловыми вопросами научных исследований семидесятых, начала восьмидесятых годов.
Несмотря на то, что до последнего времени далеко не все удалось выяснить, тем не менее, на базе этих исследований к настоящему времени сформировались вполне определенные представления о механизме ФДТ.
Существуют две основные теории, объясняющие механизм противоопухолевого действия ФДТ. Первая объясняет основное повреждающее действие ФДТ внутриклеточными изменениями вследствие взаимодействия с активными формами кислорода, основной из которых является синглетный кислород. Синглетный кислород - это сильный окислитель биомолекул, вызывающий гибель клеток при наличии его в достаточном количестве, когда его концентрация достигает определенного уровня. Так как синглетный кислород токсичен и для опухолевых, и для нормальных клеток, свойство фотосенсибилизаторов концентрироваться в злокачественных тканях позволяет щадить нормальные ткани от повреждающего действия ФДТ. Поэтому вопрос о селективности, избирательности накопления фотосенсибилизатора опухолевыми тканями и биологическое обоснование этой селективности представляет одно из ключевых положений научных поисков по проблеме ФДТ.
Вторая теория противоопухолевого действия ФДТ касается непрямого, опосредованного механизма фотодинамического повреждения опухоли вследствие взаимодействия повреждающих факторов ФДТ и сосудистой системы опухоли.
Молекулярные механизмы прямого фотодинамического повреждения опухолевых клеток изучены довольно детально. Анализ литературы позволил нам выявить первоисточники по изучению молекулярных механизмов прямого фотодинамического повреждения опухолевых клеток синглетным кислородом с выделением двух типов реакций энергопереноса (8,10, 23, 38, 63).
На первом этапе молекула фотосенсибилизатора, поглотив квант света, переходит в возбужденное триплетное состояние (первый уровень возбуждения). И вступает в фотохимические реакции.
При этом возможны два типа фотохимических реакций. При первом типе реакций молекулы фотосенсибилизатора в триплетном состоянии взаимодействуют непосредственно с молекулами биологического субстрата. В результате этого взаимодействия образуются радикалы биосубстрата и фотосенсибилизатора, которые вступают во взаимодействие с молекулярным кислородом, что приводит к образованию свободных радикалов - очень активных окислителей биологических структур. В реакциях второго типа энергия молекулы возбужденного фотосенсибилизатора сразу передается молекуле кислорода, в результате чего образуется синглетный кислород, который является цитотоксическим для живых клеток, благодаря своему свойству сильного окислителя биомолекул.
Считается, что in vivo реакции первого типа играют незначительную роль в фотодинамических процессах, а основное значение придается реакциям второго типа.
Для объяснения избирательности повреждения опухоли исследователей прежде всего интересовал вопрос о механизмах селективного накопления фотосенсибилизатора в опухолевой ткани. Полностью этот вопрос до сих пор не решен. Большинство исследователей склоняется к объяснению этого факта особой способностью опухолевых клеток захватывать и длительно удерживать порфирины.
По данным ряда авторов (37, 39, 40) в крови больных производное гематопорфирина связывается с сывороточными белками, включая липопротеины, преимущественно низкой плотности, глобулины и альбумины. Причем наиболее продолжительное связывание (более 48 часов) производного гематопорфирина наблюдается с липопротеином (липосомами). А так как опухолевые клетки содержат большое количество липопротеиновых рецепторов (11, 49), то естественно предположить, что благодаря их наличию опухолевые клетки захватывают комплексы липопротеинов с производным гематопорфирина, что и обусловливает селективность их накопления.
Помимо того, что связанные с липосомами порфирины активнее захватываются и дольше удерживаются опухолевыми клетками, чем порфирины в водных растворах, отличаются и мишени фотодинамического воздействия: цитоплазматическая мембрана, как более доступная, поражается водным раствором порфирина, а порфирины связанные с липосомами, вызывают более глубокие внутриклеточные поражения - митохондрий, лизосом и цитоплазмы (4, 39, 45, 54).
Селективность накопления фотосенсибилизатора в опухоли может в значительной степени определяться также более низкой pH опухоли по сравнению с нормальными тканями (44, 52). При уменьшении рН фотосенсибилизаторы лучше растворяются в водных растворах и, соответственно, насыщение ими среды в опухоли должно быть выше. Так как к понижению рН в опухоли ведет гипергликемия, то, естественно, в условиях гипергликемии уровень накопления производного гематопорфирина опухолью выше и более выражены деструктивные изменения опухоли, что продемонстрировано в экспериментах на модели опухолей крыс (60).
Само производное гематопорфирина (ПГП) представляет собой смесь порфиринов. Дело в том, что при ацетилировании гематопорфирин (ГП) превращается в моноацетат ( 20-30%) , диацетат (50-60%) и неизмененный ГП (5-20%). Кроме того, образуются моно- и дидегидрированные продукты ГП. Ни один из этих компонентов смеси ацетатов не обладает активностью в отношении фотосенсибилизации опухолей (7). Однако, когда эту смесь разводят для инъекции раствором гидрокарбоната или слабым раствором кислоты, ацетатные группы быстро гидролизуются, образуя смесь порфиринов, очень активную в отношении локального накопления в опухоли и фотосенсибилизации. Эта смесь получила название “производное гематопорфирина”.
В 1981 году T.J.Dougherty разделил ПГП методом гельхроматографии на несколько фракций и выделил новую фракцию, составляющую приблизительно 45% смеси производного гематопорфирина. Именно эта фракция обуславливает фотосенсибилизирующее действие производного гематопорфирина (20). Более того, оказалось, что эта фракция обеспечивает у животных более высокую терапевтическую эффективность в отношении опухоли и незначительное действие на кожу по сравнению со смесью производного гематопорфирина. Для этого соединения было предложено название эфир дигематопорфирина (ЭДГП). Его коммерческое название - Фотофрин-II.
Позже в экспериментах на мышах было показано, что для достижения уровня содержания фотосенсибилизатора в опухоли, равного 3-5 мг/г через 3-24 часа после инъекции, необходимо ввести внутриперитонеально 10 мг/кг производного гематопорфирина или 5 мг/кг эфира дигематопорфирина. Этого же соотношения доз фотофрина и производного гематопорфирина (1:2) в последующем стали придерживаться в клинике.
Объяснение же причин длительной задержки фотосенсибилизатора в опухоли, по мнению T.J.Dougherty и соавторов (20), состоит в выраженной тенденции эфира дигематопорфирина (активного компонента производного гематопорфирина) к агрегации в водных растворах, даже при наличии альбуминов в концентрации, подобной той, которая имеется в сыворотке крови (30 мг/мл).
L.I.Grossweiner и C.C.Goyal установили, что несвязанным с белками сыворотки крови человека остается 15-20 % эфира дигематопорфирина (29).
Спектроскопически было установлено, что в сыворотке крови, взятой у больных в сроки от 30 мин. до 3 часов после введения эфира дигематопорфирина, содержится значительное количество агрегированного порфирина, в то время как в более отдаленные интервалы времени он оказывается преимущественно диссоциированным, возможно связанным с белками сыворотки (18). Эта выраженная тенденция порфиринов к агрегации может обусловливать длительную задержку производного гематопорфирина в опухоли, так как крупные агрегаты молекул производного гематопорфирина не вымываются из тканей опухоли, не покидают ее до тех пор, пока не подвергнутся диссоциации или метаболическому разрушению.
Помимо этого, было выявлено, что эфир дигематопорфирина в водных растворах не флюоресцирует. Однако, в тетрагидрофуране (растворитель, который вызывает дезагрегацию) наблюдается типичная красная флюоресценция порфирина. Более того, наблюдалась яркая флюоресценция опухолей животных и человека, подобная той, которая характерна для производного гематопорфирина.
Фактический выход флюоресценции для эфира дигематопорфирина пока не определен, для производного гематопорфирина он составляет 2-3 % (16).
Итак, в состоянии агрегации эфир дигематопорфирина не генерирует синглетный кислород. Его эффективность составляет менее 1/4 эффективности гематопорфирина аналогичной концентрации в водном растворе (20).
Поэтому вполне обосновано предположение, что агрегаты эфира дигематопорфирина могут иметь важное значение для захвата опухолью и длительной задержки в ней, но они не дают флюоресценции и не обеспечивают фотосенсибилизирующего действия эфира дигематопорфирина , который сначала должен дезагрегировать или подвергнуться метаболизму внутри ткани, чтобы перейти в активную форму.
Кроме того, доказано существование еще и другого механизма накопления фотосенсибилизатора в опухоли, а именно фагоцитоза молекул эфира дигематопорфирина макрофагами, купферовскими и тучными клетками стромы опухоли, а также клетками ретикулоэндотелиальной системы (12). Имеются определенные доказательства того, что эндотелиальные клетки опухоли могут тоже захватывать молекулы эфира дигематопорфирина и таким образом служить важным звеном в фотодинамическом разрушении опухоли. (18, 21, 31, 57).
Изучение несколькими группами исследователей механизмов фотодинамического воздействия (ФДВ) на ультраструктурном уровне выявило следующие характеристики внутриклеточного распределения фотосенсибилизатора и точек приложения повреждающего действия ФДТ.
Прежде всего, получено много доказательств центральной роли клеточной мембраны как основной точки приложения повреждающего действия порфиринов и света.
Через несколько часов после облучения очевидными признаками поражения клетки являются прекращение нормальной двигательной активности клетки и образование множества пузырьков в мембране. Некоторые из этих пузырьков приобретают такой же размер как и сама клетка и имеют вид прозрачного шарика, выступающего из мембраны наружу. Эти изменения указывают на серьезное повреждение цитоплазматической мембраны. После образования пузырьков уже не наблюдается деления клеток и они подвергаются лизису (36, 62).
Помимо цитоплазматической мембраны, под действием ФДТ могут повреждаться другие мембраны: оболочка ядра, ядрышек, митохондрий, а также лизосомы, аппарат Гольджи и эндоплазматический ретикулум. Причем некоторые исследователи находили первыми признаками повреждения клеток, инкубированных в производном гематопорфирина, под действием света поражение митохондрий в виде их набухания и деструкции. Биохимические исследования выявили инактивацию ферментов, угнетение реакций окислительного фосфорилирования и снижение уровня аденозинтрифосфатазы (25, 28, 33, 34, 46).
Таким образом, биохимические и морфологические исследования, в том числе электронная микроскопия, показали, что наиболее выраженные изменения при ФДТ, помимо цитоплазматической мембраны, возникают в митохондриях, лизосомах, эндоплазматическом ретикулуме и ядерном аппарате клетки. Причем нарушение целостности лизосом и выход лизосомальных ферментов, разрушение митохондрий и связанные с этим нарушения окислительно-восстановительных процессов в клетке становятся причиной гибели клетки.
В опытах in vitro показано, что локализация повреждения клеток при ФДТ зависит от продолжительности инкубации их в среде с производным гематопорфирина. После короткой инкубации (1-2 часа) происходит нарушение целостности цитоплазматической мембраны, а при увеличении времени инкубации имеют место внутриклеточные повреждения (15, 17, 41, 53).
Рядом исследователей отмечено появление в клетках, инкубированных в среде с производным гематопорфирина или эфиром дигематопорфирина, крепко связанной с внутриклеточными структурами фракции порфирина, которая не вымывается из клеток даже при длительном воздействии. Причем эта фракция порфирина увеличивается в соответствии с длительностью инкубации клеток в среде, содержащей порфирины, достигая максимума в 50-60% от общего внутриклеточного количества порфиринов через 24 часа инкубации.
При этом фоточувствительность клеток, содержащих крепкосвязанную фракцию порфирина, значительно превышает фоточувствительность клеток, содержащих слабосвязанную фракцию, то есть легкоудаляемую при вымывании в окружающую среду (5, 30).
Опухолевые клетки in vitro захватывают эфир дигематопорфирина более активно, чем другие фракции производного гематопорфирина. По всей вероятности эфир дигематопорфирина соответствует плотносвязанной фракции производного гематопорфирина, так как из всех фракций производного гематопорфирина только эта не удаляется из клеток даже длительным вымыванием (15, 42).
Существенным компонентом биохимических процессов, развивающихся при ФДТ опухолей, является перекисное окисление липидов, активирующееся активными формами кислорода в процессе ФДТ. Перекисное окисление липидов приводит к нарушению структуры ферментов и белков, их функциональной активности в рецепции и трансмембранном переносе молекул и ионов, образованию в мембране структурных дефектов. Увеличение образования продуктов перекисного окисления липидов приводит к фрагментации мембраны и гибели клетки.
Количество внутриклеточного фотосенсибилизатора и, соответственно, чувствительность клеток к фотодинамическому воздействию зависит от фазы клеточного цикла. Наиболее чувствительны к фотодинамическому воздействию клетки, находящиеся в активных фазах клеточного цикла S и М, и наименьшей чувствительностью обладают клетки в фазе относительного покоя G (15, 46).
Но казалось бы теоретически хорошо обоснованные механизмы прямого повреждающего действия порфиринов и света на опухоли не всегда находят подтверждение у экспериментаторов. Наиболее убедительным доказательством отсутствия прямого действия или, по крайней мере, его ведущей роли в фотодинамическом повреждении опухолей при ФДТ являются данные о незначительном содержании порфиринов в опухолевых клетках. Определение концентрации порфиринов в опухолевых клетках, проведенное с использованием различных методов, выявило их полное отсутствие или наличие в очень незначительной концентрации (15, 47). Минимальные различия в накоплении порфиринов нормальными и опухолевыми клетками отметили, например, T.Christensen и соавторы (15). Более того, некоторые нормальные ткани (печень, селезенка) задерживают больше фотосенсибилизатора, чем опухоль (26). Убедительные данные получены рядом авторов относительно чувствительности опухолевых клеток к ФДТ и их выживаемости после ФДТ как показателя этой чувствительности. Например, в эксперименте показано, что клетки мышиной опухоли L1210, обладающие хорошей чувствительностью к ФДТ in vivo, не отвечали на облучение in vitro, то есть не было прямого цитотоксического действия. Это доказывало, что содержание порфирина в клетках было недостаточным для того, чтобы вызвать фотохимическую реакцию и их повреждение, и что в организме мыши к фотодинамическому повреждению приводят какие-то другие механизмы.
В другом эксперименте (50) клетки N1H3T3, трансформированные онкогеном в злокачественные, имели после ФДТ такую же выживаемость, как и клетки родительской линии, то есть они по уровню накопления фотосенсибилизатора не отличались от нормальных клеток. Не отмечено различий в чувствительности к ФДТ и разницы в выживаемости in vitro при сравнении линии клеток рака легкого человека и его фибробластов.
Если концентрация порфиринов в самих опухолевых клетках незначительна, чтобы вызвать необратимые фотодинамические повреждения опухоли, то возникает вопрос, какие же факторы обусловливают селективное накопление порфиринов в опухоли и большую, по сравнению с другими (нормальными) тканями, чувствительность опухолей к фотодинамическому повреждению?
Флюоресцентными, радиоизотопными и электронно-микроскопическими методами исследований показано, что фотосенсибилизаторы накапливаются преимущественно в сосудах стромы опухоли и периваскулярных тканях (12, 13, 64).
В одной из наиболее ранних работ, посвященных этому вопросу, P.J.Bugelski и соавторы (12) при ауторадиографическом исследовании с использованием меченого тритием производного гематопорфирина на модели мышиной опухоли SMT-F и саркомы-180 показали, что фотосенсибилизатор локализуется в сосудах стромы опухоли, причем в концентрации, в пять раз превышающей концентрацию фотосенсибилизатора в самих опухолевых клетках и вокруг них. Аналогичная картина наблюдалась при флюоресцентной микроскопии.
Флюоресцентная микроскопия замороженных срезов экспериментальных опухолей мышей позволила выявить внутриклеточную флюоресценцию в клетках, непосредственно связанных с сосудами стромы опухоли. Такими клетками являются, например, макрофаги и эндотелий сосудистой системы опухолей.
На участие макрофагов сосудов стромы опухоли в фотодинамическом повреждении указывают также M.Korbelik и соавторы (43). По их данным, у мышей в опухольассоциированных макрофагах накапливается в среднем в 1.7 раза больше Фотофрина-II, чем в опухолевых клетках. Максимальные превышения содержания фотосенсибилизатора в макрофагах (в три раза) наблюдалось через 12 часов.
Относительно накопления фотосенсибилизатора другими клетками картина еще не совсем ясна. Неясно также, имеются ли принципиальные отличия таких клеток в опухоли от аналогичных клеток в нормальных тканях. Мало данных накоплено пока и относительно распределения производных гематопорфирина в нормальных тканях и опухолях человека. Твердо установлено лишь то, что они флюоресцируют после введения производных гематопорфирина человеку. Как правило, при введении равных доз на один килограмм веса тела опухоли человека и спонтанные опухоли собак флюоресцируют значительно ярче, чем трансплантированные опухоли грызунов, которые являются основным экспериментальным материалом.
P.J.Bugelski и соавторы (12) исследовали опухоли мышей методом электронной микроскопии в различные сроки после ФДТ. Самые ранние изменения, которые им удалось наблюдать, состояли в набухании клеток опухоли, прилежащих к микрососудам. Эндотелий в этих местах казался интактным. В более поздние периоды времени отмечалось набухание опухолевых клеток, более отдаленных от сосудов, а эндотелиальные клетки выглядели сморщенными и поврежденными, наблюдалась экстравазация эритроцитов. И, наконец, в дальнейшем отмечались массивные экстравазаты и полная деструкция опухолевых клеток.
Электронномикроскопические исследования микроциркуляторного русла опухоли (13, 22), показали, что самой ранней локализацией, самыми первыми микроскопическими объектами фотодинамических повреждений являются эндотелиальные клетки капилляров.
При исследовании тканей, только что подвергнутых ФДТ, выявляется округление обычно вытянутых плоских эндотелиальных клеток. Это ведет к разрывам тесной связи между ними, потере межклеточных коммуникаций и обнажению экстрацеллюлярного матрикса и базальной мембраны. Такие значительные изменения эндотелиальных клеток после ФДТ ведут к активации циркулирующих тромбоцитов и полиморфноядерных лейкоцитов и, как следствие этого, к тромбогенному эффекту и остановке кровотока (22, 48, 65).
M.C.Berenbaum и соавторы (7) установили избирательное повреждение эндотелия сосудов в виде сепарации, появления везикул и кариопикноза через 2-3 часа после начала ФДТ.
S.H. Selman и соавторы (55) в эксперименте на трансплантированных опухолях мочевого пузыря крыс наблюдали слипание эритроцитов внутри капилляров в ближайшие 6 часов после окончания сеанса ФДТ с эфиром дигематопорфирина. Через 24 часа развивалась экстравазация эритроцитов, свидетельствующая о нарушении целостности сосудистых стенок, с последующим некрозом опухоли. Через 48-72 часа начиналось “врастание” новых кровеносных сосудов, и целостность сосудистой системы в конце концов восстанавливалась. S.J.Stern и соавторы (56), чтобы избежать какого-либо влияния самой опухоли на сосудистую сеть в процессе ФДТ, изучали сосудистые изменения, развивающиеся под действием ФДТ с новым фотосенсибилизатором второго поколения сульфированным фталоцианином хлоралюминия (длина волны 675 нм) на модели заживления ран на коже крыс. Гистологически сразу после сеанса ФДТ (10 мг/кг и 100 Дж/см2 через 24 часа после внутривенного введения фотосенсибилизатора) обнаружены массивные экстравазаты эритроцитов и клетки воспалительного инфильтрата внутри и вокруг раны. Через 2 часа после ФДТ в эндотелии подкожного сосудистого сплетения обнаружены скопления полиморфноядерных лейкоцитов, что указывало на раннее повреждение эндотелия сосудов. Тромбоза, геморрагий и внутрисосудистого гемостаза, которые обычно описывают после ФДТ с Фотофрином-II, не наблюдали ни у одного животного. Через 12 часов после окончания ФДТ обнаруживалась выраженная вазодилятация в папиллярном и ретикулярном слое кожи. Через 24 часа после облучения были видны повреждения эндотелия всей сосудистой системы, сопровождающиеся отеком стенок кровеносных сосудов. Несмотря на тяжелую степень повреждений, они оказались обратимыми. Постепенное восстановление целостности сосудистой стенки наступало на 4-5 сутки после ФДТ.
Макроскопически через 4 часа после ФДТ определялся выраженный отек в зоне облучения раны и окружающих тканей. Эти изменения достигали максимума через 24 часа после ФДТ и постепенно уменьшались в течение последующих 48 часов. Микроскопически полость раны была выполнена фибрином и воспалительным инфильтратом. По времени выраженность этих изменений соответствовала макроскопической картине. Образование ранней грануляционной ткани по краям кожной раны было замедлено на 24-48 часов. Эпителизация раны тоже запаздывала как минимум на 24 часа по сравнению с группой нелеченных животных.
Данные этих экспериментов могут, с одной стороны, объяснить высокую (до 60%) частоту полной резорбции опухолей после ФДТ с эфиром дигематопорфирина, предположительно, вследствие инсульта опухоли, когда кровоток прерывается, что приводит к геморрагическому некрозу большей части раковых клеток. Однако, с другой стороны, если часть клеток опухоли остается жизнеспособной, это может привести к рецидиву роста опухоли, когда кровоснабжение, как показано в эксперименте, восстанавливается через 3-5 суток после завершения ФДТ (56).
Помимо эндотелия, при ФДТ могут повреждаться и другие компоненты сосудистой стенки. J.S.Nelson и соавторы (48), изучая действие ФДТ с использованием производного гематопорфирина, хлорина, фталоцианина на опухолевую микроциркуляцию, установили, что первые признаки деструкции капиллярной стенки через 1 час после лазерного воздействия возникают в субэндотелиальной зоне, в базальной мембране опухолевых капилляров. Авторы предположили, что некроз опухоли при ФДТ является результатом повреждения ее сосудов путем деструкции экстрацеллюлярного матрикса и прежде всего коллагеновых волокон.
Отмеченная селективность накопления фотосенсибилизаторов в опухоли, по всей видимости, связана со структурно-функциональными особенностями сосудистой сети опухоли. Известно, что сосудистая сеть злокачественных опухолей представлена сосудами капиллярного типа с несовершенной базальной мембраной, измененным эндотелием, повышенной проницаемостью. Скорость кровотока в них значительно ниже, чем в нормальных капиллярах (22, 31,57).
Эти особенности сосудов опухоли обуславливают более длительный контакт фотосенсибилизаторов с сосудами стромы, большую возможность задержки их в стенках сосудов и периваскулярной зоне, а также проникновения молекул фотосенсибилизаторов и их комплексов в более глубокие по отношению к сосудам участки опухолевой ткани.
Кислород является составной частью и обязательным компонентом фотодинамической реакции. На модели экспериментальных опухолей было показано, что уровень содержания кислорода в них быстро падал во время сеанса ФДТ (6, 9, 14, 24, 32, 61), то есть кислород расходовался в процессе фотохимической реакции.
При гистологическом исследовании самые ранние изменения выявлялись внутри и вокруг сосудов опухоли. Они состояли в закупорке сосудов слипшимися эритроцитами и некоторой энуклеацией клеток непосредственно вблизи сосудов. В более поздние сроки наблюдения определялась очевидная экстравазация эритроцитов наряду с явной тотальной деструкцией опухолевых клеток (12).
Эти данные свидетельствуют о том, что там, где выше концентрация кислорода, раньше развивается фотодинамическое повреждение тканей и больше степень его выраженности.
Убедительный эксперимент, доказывающий роль кислорода, по крайней мере на начальном этапе пускового механизма с образованием цитотоксических соединений в опухоли, содержащей порфирины, провели K.R.Weishaupt и соавторы (63). Ими было показано, что если опухоль на лапке мыши лишить поступления кислорода путем перетяжки сосудов лапки с нарушением кровотока, то обычного деструктивного эффекта от действия производного гематопорфирина и света не развивается (18).
Аналогичный эффект выключения кровоснабжения в отношении предотвращения фотодинамического повреждения отмечали G.J.Gomer и N.J.Razum (27).
Эти данные указывают на незаменимую роль кислорода в фотодинамических повреждениях как обязательного компонента фотодинамической реакции.
Исследования иммунных механизмов ФДТ (использование конъюгат фотосенсибилизаторов с моноклональными антителами, роль Т-лимфоцитов), роль окиси азота, роль повреждения ДНК и хромосомного аппарата клетки, роль фактора некроза опухоли в фотодинамическом повреждении, роль различных биологических носителей с целью адресной доставки фотосенсибилизатора к внутриклеточным органеллам опухоли, роль метаболических процессов и медиаторов ряда биологических реакций (перекисное окисление липидов, простогландины, тромбоксан, гистамин) носят поисковый характер, и научные подходы к решению этих вопросов пока не оформились до той степени, которая необходима для клинического применения.
Возможно, часть этих вопросов будет решена в ближайшие годы и станет достоянием медицины. Надеяться на это нам позволяет широкий фронт научных исследований по проблеме ФДТ, проводимых во всех развитых странах мира.
Первоочередными задачами в проблеме ФДТ остается синтез новых фотосенсибилизаторов, селективно накапливающихся в опухолях, поглощающих свет в ближней инфракрасной области и обладающих быстрым клиренсом из организма, что позволит решить целый ряд задач и, прежде всего, повысить эффективность ФДТ не только поверхностных, но и более распространенных опухолей, а также даст возможность избежать нежелательных побочных эффектов.
Однако, даже хорошо зная основные механизмы фотодинамического воздействия, нельзя не учитывать тот факт, что в настоящее время ФДТ остается элегантной и точной технологией, которая не может применяться рутинно в повседневной практике с высокой эффективностью.

1. Владимиров Ю.А., Потапенко А.Я. М., "Высшая школа", 1989, 198 стр.
2. Красновский А.А., мл. В кн.: "Итоги науки и техники". Серия "Современные проблемы лазерной физики". Том 3, М., 1990.
3. Черняева Е.Б., Степанова Н.В., Литинская Л.Л. В кн.: "Итоги науки и техники". Серия "Современные проблемы лазерной физики". Том 3, М., 1990.
4. Barel A., Jori G., Perin A. et al. Cancer Lett. 32: 145-150, 1986.
5. Bellnier D., Lin C. Photochem. Photobiophys., 1983, v. 6, p. 357.
6. Bellnier D.A., Henderson B.W. In "Photodynamic therapy, basic principles and clinical applications" (B.W.Henderson, T.J.Dougherty eds.), Marcel Dekker Inc., New York, 1992, pp. 117-127.
7. Berenbaum M.C., Bonnett R., Scourides P.A. Br. J. Cancer, v. 45, p 571, 1982.
8. Berns M.W., Dahlman A., Johnson F.M., et al. Cancer Res., 1982, v. 42, pp. 2325-29.
9. Bichel H.I., Hetzel F.W., Vaupel F.W., Vaupel P., Sandhu T.S. Bibl. Anat., 1981, v. 20, pp. 628-632.
10. Bodaness R.S., Chau P.C. J. Biol. Chem., 1997, 252: 8554-8560.
11. Brown M.S., Kovanen P.T., Goldstein J.L. Ann. NY Acad. Sci., 1980, 380: 46-68.
12. Bugelski P.J., Porter C.W., Dougherty T.J. Cancer res. 1981, v. 41, 4606-4612.
13. Castellani A., Pace G.P., Concioli M. J. Path. Bact. 1983, v. 86, pp. 99-102.
14. Chen Q., Chen H., Hetzel F.W. Photochem. Photobiol., 1996, v. 63, pp. 128-131.
15. Christensen T., Sandquist T., Feren K., et al.. Br. J. Cancer, 1983, v. 48, p. 35.
16. Doiron D.R., Profio E., Vincent R.G., Dougherty T.J. Chest, 1979, v. 76, pp. 27-32.
17. Dougherty T.J. Seminars in surgical oncology, 1989, v. 5, pp. 6-16.
18. Dougherty T.J. In "Medical radiology innovations in radiation oncology", edited by H.R.Winters and L.J.Peters, 1988, pp. 175-188.
19. Dougherty T.J., Kaufman J.E., Goldfarb A. Cancer Res. 1978, v. 33, pp. 2628-2635.
20. Dougherty T.J., Potter W.R., Weishaupt K.R. In "Porphyrin localization and treatment of tumors". New York: Alan R. Liss, 1984, pp. 301-314.
21. Fingar V.H. J. Clin. Laser Med. Surgery, 1996, v. 14, pp. 323-328.
22. Fingar V.H., Haydon P.S., Wieman T.J. Photochem. Photobiol., 1996, v. 63, p. 72.
23. Foote C.S. In "Free radicals in Biology", v. 2, W.A.Caughey ed., Academic Press, New York, 1974.
24. Foster T.H., Murant R.S., Bryant R.G., Knox R.S., Gibson S.L., Hilf R. Radiat. Res., 1991, v. 126, pp. 296-303.
25. Gibson S.L., VanDerMedi K.R., Murant R.S., Raubertas R.F., Hilf R. Cancer res., 1990, v. 50, pp. 7236-7241.
26. Gomer C.J., Dougherty T.J. Cancer res., 1979, v. 39, pp. 146-151.
27. Gomer C.J., Razum N.J. Photochem. Photobiol., 1984, v. 40, pp. 435-439.
28. Gomer C.J., Rucker N., Murphee A.L. Cancer res., 1988, v. 48, pp. 4539-4542.
29. Grossweiner L.I., Goyal C.C. Photochem. Photobiol., 1984, v. 40, pp. 1-4.
30. Henderson B.W., Bellnier D.A., Ziring B., et al. In "Porphyrin photosensitization" Kessel D., Dougherty T.J. eds. New York, Plenum Press, 1983, p. 129.
31. Henderson B.W., Dougherty T.J., Photochem. Photobiol., 1992, v. 55(1), pp. 145-157.
32. Henning J.P., Fournier R.L., Hampton J.A. Radiat. Res., 1995, v. 142, pp. 221-226.
33. Hilf R., Murant R.S., Narayan U., et al. Cancer res., 1986, v. 46, pp. 211-217.
34. Hilf R., Smail D.B., Murant R.S. Cancer res., 1984, v. 44, pp. 1483-1488.
35. Jesionek A., Tappiner H. Deutsch. Arch. Klin. Med. 1905, v. 82, pp. 223-228.
36. Jewell S.A., Bellomo G., Thor H., et al. Science, 1982, v. 217, pp. 1257-1259.
37. Jori G. Proc. SPIE 2078, 1994, pp. 286-292.
38. Jori G., Spikes J. In "Topics in photomedicine". K.Smith ed., pp. 183-318, Plenum Press, New York, 1984.
39. Jori G., Tomio L., Reddi E. et al. Br. J. Cancer, 1983, 48: 307-309.
40. Kessel D. Cancer Lett. 1986, 33: 183-188.
41. Kessel D. Photochem. Photobiol., 1986, v. 44, pp. 489-493.
42. Kessel D., Chou T. Cancer res., 1983, v. 43, p. 1994.
43. Korbelik M., Krosl G., Chaplin D.J. Cancer res., 1991, v. 51, pp. 2251-2255.
44. Ma L.W., Moan J., Peng Q. Int. J. Cancer, 52: 120-123, 1992.
45. Mazier J.C., Morliere P., Santus R. J. Photochem. Photobiol., 8, 351-360, 1991.
46. Miyoshi N., Hisazumi H., et al. Photochem. Photobiophys., 1985, v. 9, pp. 241-252.
47. Moan J., Boye E. Photochem. Photobiophys., 1981, v. 2, p. 301.
48. Nelson J.S., Liaw L.H., Berns M.W. Photochem. Photobiol., 1987, v. 46, pp. 829-835.
49. Norata G., Canti G., et al. Cancer Lett., 1984, v. 25, pp. 203-208.
50. Pass H.I., Evans S., Matthews W.A., et al. J. Thorac. Cardiovasc. Surg., 1991, v. 101, pp. 795-799.
51. Potapenko A.Ya. In "Abstracts of the 7-th Congress of the European Society for Photobiology", Stresa, Italy, 1997, p. 15.
52. Pottier R., Kennedy J.C. J. Photochem. Photobiol. B:Biol., 8: 1-16, 1990.
53. Rizzoni W.E., Matthews K., Pass H.I., et al. Surg. Forum, 1987, v 38., pp. 452-455.
54. R?ck A., Diddens H. In "The fundamental basis of phototherapy", H.H?nigsmann, G.Jori, A.R.Young eds., OEMF spa, Milano, pp. 209-227, 1996.
55. Selman S.H., Kreimer-Birnbaum M., Goldblatt P.J., Keck R.W., Britton S.L. Cancer res., 1984, v. 44, pp. 1924-1927.
56. Stern S.J., Flock S., Small S., et al. Laryngoscope, 1991, v. 101, pp. 1219-1225.
57. Taber S.W., Wieman T.J., Fingar V.H. Photochem. Photobiol., 1993, v. 57, pp. 856-861.
58. Tappiner H. Munch. Med. Wochenschr. 1900, v. 47, pp. 5-17.
59. Tappiner H., Jesionek A. Munch. Med. Wochenschr. 1903, v. 50, pp. 2042-2044.
60. Thomas J.P., Girotti A.W. Photochem. Photobiol., 49: 241-247, 1989.
61. Tromberg B.J., Orenstein A., Kimel S., et al. Photochem. Photobiol., 1990, v. 52, pp. 375-385.
62. Volgen G., Christensen T., Moan J. Photochem. Photobiophys., 1981, v. 3, p. 105.
63. Weishaupt K.R., Gomer C.K., Dougherty T.J. Cancer Res., 1976, v. 36, pp. 2326-29.
64. Wieman T.J., Mang T.S., Fingar V.S., et al. Surgery, 1988, v. 104, pp. 512-517.
65. Zhou C. J.Photochem. Photobiol., B:Biol., v. 3, pp. 299-318.